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Protocolo de estimulación con ACTH

Indicaciones

Se usa en el diagnóstico de Hiperadrenocorticismo (HAC) e Hipoadrenocorticismo

Protocolo

Extraer sangre del animal (T0) y administrar la ACTH (consultar a VetLab dosis y vía). Volver a sacar sangre a 1 hora (T1). Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de Cortisol.

Interpretación

Los perros normales muestran una aumento de hasta 450 nmol/L (16 mcg/dl) en la muestra post-estímulo. En animales con HAC pituitario dependiente la muestra post-estímulo alcanza valores de 600-1000 nmol/L (22-36 mcg/dl). Los perros con tumores adrenales (TA) tienen valores basales por encima de 260 nmol/L (9,5 mcg/dl) y valores en la muestra post-estímulo sin cambios o poca variación. Este test no es tan sensible para detectar TA y los resultados que no son diagnósticos deberían ser confirmados con un test de supresión con dexametasona a dosis bajas, especialmente en animales con signos de cushing. (Ver algoritmo 1). En perros con hipoadrenocorticismo la muestra post-estímulo no mostrará cambio alguno. La respuesta clásica en animales con enfermedad de Addison son ambos valores < 20 nmol/L (0,7 mcg/dl).

Protocolo de supresión con Dexametasona a dosis baja

Indicaciones

Para confirmar el diagnóstico de un perro muy sospechoso de HAC

Protocolo

Extraer sangre del animal (T0) y administrar 0.01 mg/kg de Dexametasona vía I.V. En animales pequeños es mejor hacer una dilución en 2 cc de suero fisiológico o agua para inyección. Volver a sacar sangre a las 3-4 horas (T1) y a las 8 horas (T2). Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de Cortisol. Los perros normales suprimen sus valores de cortisol en por lo menos el 50% del valor basal en las 3-4 primeras horas, y luego los valores permanecen por debajo de 40 nmol/L (1,4 mcg/dl) a las 8 horas.

Interpretación

Los perros con HAC pituitario dependiente disminuyen los valores de cortisol a las 3-4 horas pero vuelven a aumentar a las 8 horas a valores > 40 nmol/L (1,4 mcg/dl). Los perros con tumor adrenal no disminuyen los valores a las 3 horas y permanecen > 40 nmol/L (1,4 mcg/dl) a las 8 horas (Ver algoritmo 1).

Protocolo de supresión con Dexametasona a dosis alta

Indicaciones

Se usa para distinguir entre HAC de pituitaria o tumor adrenal. Debe usarse después de que el test a dosis baja ha confirmado la presencia del HAC.

Protocolo

Extraer sangre del animal (T0) y administrar 0.1-1 mg/kg de Dexametasona vía I.V. Volver a sacar sangre a las 4 horas (T1) y a las 8 horas (T2). Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de Cortisol.

Interpretación

Los perros con tumores adrenales tienen una supresión menor del 50% del valor basal en ambas determinaciones

Protocolo de supresión con Dexametasona en orina

Indicaciones

Diagnóstico de HAC en perros fácilmente estresables.

Protocolo

Se toma una primera muestra de orina la mañana del primer día. La mañana del segundo día se toma la segunda muestra de orina y seguidamente se administra al perro 0,1 mg/kg de dexametasona vía oral. A las 8 horas se administra la segunda dosis de dexametasona. A las 16 horas se administra la 3ª dosis de dexametasona. A la mañana siguiente (tercer día) se toma la tercera muestra de orina. Todas las muestras deben mantenerse refrigeradas. Enviar las orinas, bien señaladas y refrigeradas para la medición del ratio cortisol:creatinina.

Interpretación

Los perros normales tienen ratios menores de 10 x 106. Se sospecha de HAC cuando el ratio es > 30 x 106 en las dos primeras muestras consecutivas. Si en la 3ª muestra el valor disminuye el 50% de la media de las dos primeras muestras es compatible con HAC pituitario dependiente. Si la disminución es menos del 50%, se debería realizar una ACTH endógena para investigar la existencia un tumor adrenal.

Protocolo combinado de estimulación de ACTH con supresión con Dexametasona

Indicaciones

Diagnóstico de HAC en casos dudosos.

Protocolo

Extraer sangre del animal (T0) y administrar dexametasona a dosis de 0.1 mg/kg vía IV. Volver a sacar sangre del animal a 4 horas (T1) y administrar la ACTH como en una estimulación normal (la muestra postdexametasona a las 4 horas sirve como la basal para la estimulación con ACTH) y sacar sangre en 1 hora (T2). Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de Cortisol.

Interpretación

Junta las ventajas e inconvenientes de los dos protocolos.

Protocolo de estimulación con TSH

Indicaciones

Diagnóstico de hipotiroidismo canino en perros con síndrome del eutiroideo enfermo.

Protocolo

Extraer sangre del animal (T0) y administrar 75 mcg de TSH (Thyrogen) por perro. Volver a sacar sangre a las 4 horas (T1). Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de T4.

Interpretación

Un perro normal debe aumentar sus valores basales x 1,5 ó x 2 y/o alcanzar una concentración de 26 nmol/L (2 mcg/dl) (ver algortimo 2).

Protocolo de estimulación con TRH

Indicaciones

Diagnóstico de hipotiroidismo canino en perros con valores de T4 dudosos e investigación del hipotiroidismo secundario.

Protocolo

Extraer la sangre del animal (T0). Administrar la TRH, vía IV lenta, a razón de 100 mcg para animales de 1-5 kg, 200 mcg para animales de 5-30 kg y 300 mcg para animales > 30 kg. Se toma una segunda muestra a las 4 -6 horas. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de T4 y/o TSH.

Interpretación

En animales normales los niveles de T4 deben aumentar x 1,2 la concentración basal o alcanzar un valor de 25 nmol/L (2 mcg/dl). Si la muestra preestimulación es > 25 nmol/L (2 mcg/dl) el animal es normal, independientemente del valor post-TRH. A veces se observan valores basales normales/altos que no estimulan x 1,2 veces. Posiblemente en estos perros la glándula está estimulada al máximo y no puede responder más. Este protocolo es útil en el diagnóstico de hipotiroidismo secundario midiendo la TSH basal y la TSH a los 30 minutos post TRH. Los perros normales deben aumentar su TSH por lo menos en 0,4 ng/ml. (ver algortimo 2)

Protocolo de T4 Post-pill

Indicaciones

Monitorización del tratamiento de hipotiroidismo. Se debe empezar la monitorización un mes después de empezar el tratamiento.

Protocolo

Extraer sangre del animal antes de la medicación (T0) y otra muestra a las 6 horas (T1) si el animal recibe 2 tomas al día o a las 6 horas (T0) y a las 24 horas (T1) si el animal recibe una toma al día. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de T4.

Interpretación

Los valores no deben ser menores de 37 nmol/l (2,9 mcg/dl) o dentro del intervalo de referencia.

Protocolo de supresión con T3 en gatos

Indicaciones

En la mayoría de casos el diagnóstico del hipertiroidismo felino se consigue midiendo T3, T4 y/o T4 libre en una única muestra basal. En casos donde hay una sospecha clínica de hipertiroidismo pero estas hormonas tiroideas están normales se puede utilizar este test de supresión.

Protocolo

Extraer una muestra de sangre dejar coagular, separar el suero y congelar (T0). Administrar 25 mcg de T3 cada 8 horas durante 2 días; administrar la séptima dosis la mañana del tercer día. Extraer otra muestra de sangre 2-4 horas después de la última dosis (T1). Todas las muestras deben mantenerse refrigeradas. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de T3 y T4 en ambas muestras.

Interpretación

Un reducción de T4 en T1 > 50% indica un gato normal y/o una enfermedad no tiroidea. Una reducción < 50% pero > 35% sugiere un gato normal y/o una enfermedad no tiroidea. Una reducción < 35% sugiere un gato hipertiroideo. Los valores de T3 deben estar por encima del valor normal, indicando que la administración de T3 ha sido efectiva.

Protocolo de detección de la ovulación en la hembra con la determinación de progesterona

Indicaciones

Se usan determinaciones seriadas de progesterona después del inicio de la hemorragia vaginal para determinar el mejor momento de la monta. Es útil en hembras con disminución de la fertilidad en general.

Protocolo

Se toma una muestra sanguínea a los 7 días del inicio de la hemorragia vaginal. En la mayoría de hembras la concentración de progesterona será < 3nmol/L indicando que la ovulación todavía no ha ocurrido. Si los niveles de progesterona están por encima de 6 nmol/L la ovulación ha ocurrido y dependiendo del valor se tomarán mas muestras de sangre. Todas las muestras deben mantenerse refrigeradas. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de progesterona.

Interpretación

En valores < 1-3 nmol/L la ovulación no ha ocurrido y se deben tomar muestras en 2-4 días. Valores > 6 nmol/L indican que la ovulación ha ocurrido y se deben tomar mas muestras seriadas. Para valores entre 16-20 nmol/L se debería montar a la perra en 33-57 horas. Para valores entre 20-38 nmol/L se debería montar a la perra en 9-33 horas. Para valores > 38 nmol/L se debería montar en 9 horas.

Protocolo de detección de gestación (progesterona-relaxina)

Indicaciones

Diagnóstico de gestación en perras y gatas y diagnóstico de no gestación en gatas.

Protocolo

Se determinan ambas hormonas en una única muestra.

Interpretación

La perras no gestantes tienen niveles significantes de progesterona como parte de su ciclo normal (metaestro) y por lo tanto la progesterona no puede usarse como indicador de gestación. Después de la gestación la relaxina aumenta hasta niveles detectables hacia los días 21-28. Pueden existir falsos negativos en camadas pequeñas (< 3 cachorros). En gatos, puede usarse la progesterona para indicar que no hay gestación si hay valores < 3 nmol/L. Unos valores altos de relaxina también indican gestación en la gata.

Protocolo para el síndrome de ovario remanente en gatos

Indicaciones

Si existe tejido ovárico como resultado de una ovariohisterectomía incompleta se desarrollarán folículos de forma natural o de forma artificial si administramos FSH. En cualquiera de los casos la ovulación debe inducirse con hCG exógena o GnRH.

Protocolo

Si el animal está en celo inyectar 50-100 UI de hCG vía SC ó 25 mcg de GnRH vía IM. Extraer un muestra sanguínea aproximadamente a los 7-10 días. Si el animal no está en celo o nos encontramos en una situación donde no se pueden esperar los 10 días, hay que inducir el celo. Inyectar 2 mg/día de FSH. Parar el tratamiento cuando el gato muestre signos de celo o después de 5 días (lo que sea más pronto). Seguir con el protocolo anterior. Es mejor la GnRH por el menor riesgo a una reacción anafiláctica. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de progesterona en ambas muestras.

Interpretación

Una progesteronemia > 1 ng/ml (3,2 nmol/L) indica que existe tejido ovárico. Este protocolo se está sustituyendo por la determinación de LH en una única muestra. Si la LH está baja implica que existe tejido ovárico, y si está alta indica que no hay ovario remanente.

Protocolo para detectar actividad ovárica en perro

Indicaciones

Se usa para detectar si las perras han sido castradas o bien si hay actividad ovárica residual. El protocolo se basa en la estimulación ovárica con la GnRH.

Protocolo

Se extrae la primera muestra basal (T0) y se inyecta 0,32 mg de GnRH vía IV para una perra de 12-15 kg. Esperar 1-2 horas y extraer la segunda muestra. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de estradiol en ambas muestras.

Interpretación

En machos y en hembras en anoestro la muestra pre-inyección suelen estar < 18 pmol/L. En caso de existir actividad ovárica (hembras sin castrar o con tejido ovárico residual) o actividad testicular anormal en machos, se alcanzan valores de 55-74 pmol/L. Unos niveles > 100 pmol/l en la muestra basal indicarían la presencia de tejido ovárico.

Protocolo de Respuesta a hCG para detectar tejido testicular en machos

Indicaciones

Es un test dinámico para averiguar la presencia de tejido testicular en machos.

Protocolo

Extraer sangre de animal (T0) e inyectar 250 UI de hCG/por animal vía SC ó 2,2 mcg/kg de GnRH vía IM para perros ó 25 mcg por vía IM por gato. Recoger sangre a 1 hora (T1) y 2 horas (T2). Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de testosterona en ambas muestras.

Interpretación

En perros castrados las muestra basal es < 0,5 nmol/L y en la muestra post-estímulo no hay elevación o si la hay es muy ligera. En perros criptórquidos la muestra basal es 3-30 nmol/L y en la muestra post estímulo hay un aumento significativo.

Protocolo de insulinoma

Indicaciones

Para el abordaje diagnóstico del insulinoma.

Protocolo

Esperar o provocar una hipoglucemia. La muestra para insulina debe ser extraída mientras el perro está en hipoglucemia (< 60 mg/dl).

Interpretación

Los valores de insulina en perros en ayunas son menores de 20 mU/ml. Si durante una hipoglucemia la insulina es > 20 mU/ml se considera que hay una secreción excesiva.

Protocolo dinámico de Acidos Biliares

Indicaciones

Diagnóstico de trastornos de funcionalidad y alteraciones en la circulación hepáticas.

Protocolo

Después de 12 horas de ayuno extraer sangre del animal (T0). Administrar comida (2-3 cucharadas soperas de comida de lata de buena calidad para pacientes > 5 kg y 2-3 cucharaditas para pacientes < 5 kg). Extraer otra muestra de sangre a las 2 horas (T1). Tanto hemólisis como lipemia pueden producir resultados erróneos y debe repetirse el protocolo. En pacientes con signos de encefalopatía se deben administrar una comida con restricción de proteína y una pequeña cantidad de aceite vegetal. La contracción de la vesícula biliar también puede ocurrir con excitación y por oler comida, por lo que la contracción puede ocurrir antes de extraer la segunda muestra.

Interpretación
Las determinaciones en ayunas y la de 2 horas post-pandrial, son útiles en la detección de anormalidades de función hepatobiliar o circulatorias. La Especificidad de ACB post-pandriales, llega al 100 % en perro a valores > 35 mcmol/L y en gato a > 30 mcmol/L.

Protocolo de Malasimilación

Indicaciones

Las concentraciones de cobalamina y folatos son útiles en el diagnóstico de la malabsorción o sobrecrecimiento bacteriano (actualmente conocida como diarrea con respuesta a antibióticos).

Protocolo

Valorar Cobalamina y Folatos en una sola muestra. (Mejor si es la misma muestra donde se determina la TLI).

Interpretación
Valores de folatos bajos sugieren una malabsorción de intestino delgado proximal. Niveles de cobalamina bajos sugieren malabsocrión del intestino delgado distal. Niveles de cobalamina bajos o normales junto a niveles de folatos altos sugieren un sobrecrecimiernto bacteriano.

Protocolo de monitorización cardiaca

Indicaciones

Controlar las terapias con digitálicos

Protocolo

Si se medica 1 vez al día extraer la muestra 10−12 horas post−medicación. Si se medica 2 veces al día extraer la muestra 6−8 horas después de la última dosis o inmediatamente antes de la próxima dosis. El estado estacionario se alcanza a los 7−10 días de empezar el tratamiento o de haber efectuado algún ajuste en la dosis.

Interpretación
El rango terapéutico de la Digoxina es de 0,8 − 2.0 ng/ml

Protocolo de monitorización fenobarbital

Indicaciones

Controlar la terapia anticonvulsiva con fenobarbital

Protocolo

El fenobarbital debe administrarse durante 2−3 semanas antes de valorar sus concentraciones. El tiempo de recogida de la muestra post−terapia depende de consideraciones terapéuticas. A las dosis habituales de tratamiento, recomendamos no realizar controles antes de las 3 primeras semanas de tratamiento y a partir de este tiempo extraer una primera muestra a las 4−5 horas (pico de acción, principalmente si se sospecha toxicidad) y otra a las 8−12 horas post−medicación. Monitorizar niveles de Fenobarbital cada 6 meses.

Interpretación
Los niveles terapéuticos son de 15−40 mg/ml

Protocolo de monitorización de Bromuros

Indicaciones

Controlar las terapias con bromuro sódico

Protocolo

La extracción de la muestra respecto al momento de la toma de la medicación no es importante por su larga vida media plasmática. El estado estacionario no se alcanza hasta los 3−4 meses después de empezar el tratamiento o de algún cambio en la dosificación. La valoración del Bromuro debe realizarse a los 30 y 120 días del inicio de la terapia y luego cada 6 meses. En los animales con esta terapia también es importante la valoración del número de las células sanguíneas (Hemograma) cada 6−12 semanas para el control productivo de la médula ósea, y de varios enzimas hepáticos cada 6−12 semanas si hay riesgo de hepato−toxicidad

Interpretación
Los niveles terapéuticos son 0,5 mg/ml.